Canthaxanthin-Gehalte in Eiern

Canthaxanthin, ein natürliches Carotinoid-Pigment – auch bekannt als E 161g, ist ein roter Farbstoff aus der Gruppe der Xanthophylle, das in vielen tierischen Lebensmitteln wie Butter, Eiern und Seelachs vorkommt. Diese Färbung beruht bei vielen Tieren entweder auf der indirekten Aufnahme von carotinoidhaltigen Organismen oder auf dem Verzehr von Futterzusätzen, die mit Carotinoiden angereichert sind [3, 4, 5]. Carotinoide werden oft aufgrund ihrer potenziellen antioxidativen Eigenschaften als Schutzfaktoren gegen Krebs und Herzkrankheiten betrachtet. Neuerdings mehren sich jedoch die Belege dafür, dass sie auch eine schädliche Wirkung aufweisen können [6]. Canthaxanthin wurde als Lichtschutzmittel für die Haut eingesetzt, insbesondere zur Behandlung von polymorphen Photodermatose, einer der häufigsten Hautkrankheiten.

Aufgrund der möglichen Ausbildung kristalliner Ablagerungen in der Netzhaut bei einer längeren und hochdosierten Anwendung von Canthaxanthin, wurde die Verwendung des Farbstoffs eingeschränkt und sein ADI-Wert herabgesetzt. Daher wird Canthaxanthin als kritisch angesehen, wodurch seine Verwendung begrenzt ist [6].

Farbe des Eigelbs

Die Färbung des Eigelbs ist das sichtbare Ergebnis der Anreicherung von Carotinoiden und spiegelt direkt die Konzentration der Pigmente in der Nahrung wider. Um ein goldgelbes Dotter zu erzielen, ist es erforderlich, das Futter mit gelben und roten Pigmenten zu ergänzen. Natürliche Quellen für gelbe Carotinoide sind unter anderem Mais, Luzerne und Ringelblume, während rote Carotinoide hauptsächlich in den Oleoresinen von Paprika vorkommen. Da die Pigmentierungswirkung natürlicher Carotinoide begrenzt ist, werden in der heutigen Legehennenfütterung hauptsächlich synthetische Xanthophylle verwendet, wobei Canthaxanthin als roter Farbstoff verfügbar ist.

Farbunterschied der Extrakte nach Hydrolyse und Ultraschallbehandlung. Ursprung der Probe: Links: konventionelles Ei, rechts: Bio-Ei. © PiCA Prüfinstitut Chemische Analytik

Biobetriebe müssen hingegen auf natürliche Rotpigmente verzichten und akzeptieren ein helles Gelb im Dotter. Die Vorlieben der Verbraucher hinsichtlich der Dotterfarbe variieren stark zwischen den Ländern der Europäischen Gemeinschaft und sogar innerhalb der Regionen innerhalb der Länder, was auf die menschliche Gewöhnung an die als optimal empfundene Farbe zurückzuführen ist [8].

Rechtliche Regelung

Trotz strenger Vorgaben im ökologischen Landbau können unzulässige Stoffe in Bio-Produkten nachgewiesen werden. Daher wurde nach einer geeigneten Methode gesucht, um unvorhersehbare Rückstände von solchen zu unterscheiden, die durch unerlaubten Einsatz oder technisch vermeidbare Kontaminationen entstehen [9].

Gemäß der EU-Bioverordnung 2018/848 wird in Deutschland der Orientierungswert von 0,010 mg/kg des Bundesverbandes Naturkost Naturwaren (BNN) zur Bewertung von Pestizidrückständen in Bio-Lebensmitteln verwendet, obwohl es kein gesetzlicher Grenzwert ist [10]. Ein anerkannter Schätzungswert für den Befund "detected" oder "not detected" wurde auf 0,010 mg/kg bzw. 10 µg/kg festgelegt und hier auch für die Auswertung der Canthaxanthin-Analysen in dieser Arbeit verwendet.

Laut der Durchführungsverordnung (EU) 2015/1486 hat die Europäische Kommission festgestellt, dass Canthaxanthin unter den vorgesehenen Anwendungsbedingungen weder Mensch, Tier noch die Umwelt schädigt. Canthaxanthin kann wirksam zur Einfärbung von Eigelb, Geflügelhaut/-fett sowie zur Verbesserung der Gefiederpigmentierung von Ziervögeln und Hautpigmentierung von Zierfischen eingesetzt werden. Dabei wurden Höchstwerte von 30 mg Canthaxanthin pro kg Eigelb im Feuchtgewebe für Legegeflügel festgelegt [11].

Zielsetzung

Das Ziel dieser Arbeit, die im Auftrag des Prüfinstituts Chemische Analytik GmbH durchgeführt wurde, besteht darin, die Legitimität von Bio-Produktansprüchen sowie die Einhaltung der Höchstmengen von Canthaxanthin in konventionellen Eiern zu überprüfen. Hierfür wurden eine Methode zur Analyse von Canthaxanthin mittels LC-MS/MS entwickelt und die Canthaxanthin-Befunde von insgesamt elf Eierproben verschiedener Produzenten verglichen. Die Proben umfassen jeweils drei Bio-, Freiland- und Bodenhaltungs-Eier sowie zwei Volleipulver-Proben aus biologischer und konventioneller Produktion.

Methode

Zur Trennung, Identifizierung und Quantifizierung von Carotinoiden in Lebensmitteln werden üblicherweise chromatografische Verfahren, insbesondere die Hochleistungsflüssigkeitschromatografie (HPLC), verwendet. Vor der Analyse müssen die Carotinoide zunächst aus der Probenmatrix extrahiert werden. Da es sich bei Carotinoiden um lipophile Verbindungen handelt, die sowohl in freier Form als auch verestert mit Fettsäuren vorliegen, wird die Analyse in der Regel mit einer Lipidextraktion und anschließender basischer Verseifung durchgeführt. Die Verseifung erfolgt typischerweise mit einer methanolischen, ethanolischen oder wässrigen Lösung von Kalium- oder Natriumhydroxid. Durch diesen Vorgang werden Esterbindungen aufgespalten, um Glycerin und wasserlösliche Fettsäuresalze aus Fetten (vorw. Triglyceride) zu erhalten. Anschließend werden die Carotinoide aus den unverseifbaren Bestandteilen mit einem unpolaren Lösungsmittel wie n-Hexan extrahiert [12-19].

Tabelle 1: Methodenparameter. © PiCA Prüfinstitut Chemische Analytik

Parameter zu dem hier durchgeführten Analyseverfahren sind: Linearitätsbereich "Low calibration" für 0,01 mg/kg bis 10,0 mg/kg; die Wiederholbarkeit (LOQ-Level) liegt bei 9,5 %, und die erweiterte Messunsicherheit ist abgeschätzt +/-30 %. Weitere Methodenparameter sind in Tabelle 1 aufgeführt.

Ergebnisse

Für die Analyse der Volleipulverproben wurde die Quantifizierung mittels Wiederfindung vorgenommen. Basierend auf der Analyse der Wiederfindung wurde bei der konventionellen Volleipulverprobe die geschätzte Konzentration von Canthaxanthin bei rund 200 µg/kg festgestellt (Tabelle 2). Dieser Wert liegt weit unterhalb der gesetzlich festgelegten Höchstmenge von 30 mg Canthaxanthin pro kg Eigelb im Feuchtgewebe.

Tabelle 2: Flächenwerte und berechnete Konzentrationen von Canthaxanthin in einer Bio- und einer konventionellen Volleipulverprobe. © PiCA Prüfinstitut Chemische Analytik

Darüber hinaus befand sich die Konzentration von Canthaxanthin in der Bio-Probe unterhalb der Bestimmungsgrenze der Methode von 1 µg/kg. Dieser Befund liegt deutlich unter dem Orientierungswert von 0,010 mg/kg und kann daher als vernachlässigbar betrachtet werden.

Die Proben aus Boden- und Freilandhaltung zeigen sehr hohe Canthaxanthin-Werte (Tabelle 3). Besonders hohe Konzentrationswerte wurden bei den Proben aus der Bodenhaltung ermittelt mit einer geschätzten Canthaxanthin-Menge von bis zu 6 000 µg/kg. Trotz dieser hohen Werte liegen die Konzentrationen unterhalb der gesetzlich vorgeschriebenen Höchstmenge von 30 mg Canthaxanthin pro kg Eigelb im Feuchtgewebe.

Tabelle 3: Vergleich der Werte von Eierproben aus Boden- und Freilandhaltung. © PiCA Prüfinstitut Chemische Analytik

Hingegen weist Probe 2 der Freilandhaltung eine geringe Canthaxanthin-Fläche mit einer Konzentration von 7 µg/kg auf. Dies könnte möglicherweise auf Futtervariationen mit leicht unterschiedlichen Xanthophyll-Mustern und -Gehalten in dem betreffenden Legebetrieb zurückgeführt werden.

Auch die Ergebnisse der Bio-Proben zeigen Unterschiede untereinander (Tabelle 4). Bei den Proben 1 und 2 konnte eine abgeschätzte Quantifizierung durchgeführt werden, da die gemessenen Werte unterhalb des niedrigsten Kalibrierpunkts lagen. Die Canthaxanthin-Befunde der beiden Proben lagen unter dem Orientierungswert von 0,010 mg/kg.

Die Quantifizierung der Bio-Probe 3 ergab sowohl über die Kalibrierung als auch über die Wiederfindung eine unerwartet hohe Konzentration von Canthaxanthin, etwa 20 µg/kg. Dies zeigt, dass die verwendete Methode empfindlich genug ist, um selbst geringe Mengen dieses Stoffes nachzuweisen. Da bei Bio-Produkten keine Beimischungen von Canthaxanthin erlaubt sind, könnte dies eine Verletzung der Vorschriften bedeuten.

Es ist wichtig, zwischen absichtlichen und unbeabsichtigten Befunden zu unterscheiden. Während absichtliche Beimischungen im Hühnerfutter von Biobetrieben verboten sind, könnten Befunde wie bei 20 µg/kg zufällig entstanden sein, zum Beispiel durch Verunreinigungen oder Kontaminationen im Tierfutter. Gemäß der neuen Ökoverordnung 2018/848 bezüglich Pestiziden, Umwelt und Kontaminanten, ist der Unternehmer verpflichtet, im Rahmen der Risikoanalyse potenzielle Kontaminationsquellen zu berücksichtigen und möglichst zu beseitigen [10].

AUTOREN
Tayma Youssef, Dr. Anna Romanotto, Jeanette Langner, Martin Sander, Dennis Hagedorn
PiCA Prüfinstitut Chemische Analytik GmbH, Berlin
Tel.: 030 255 66 00-0
[email protected]
www.pica-berlin.de

Literatur

[1] Karrer, Paul (1948): Carotinoide. Unter Mitarbeit von Ernst M. Jucker. Basel: Springer Basel AG (Lehrbücher und Monographien Aus Dem Gebiete der Exakten Wissenschaften Ser, v.17nbsp;). Online verfügbar unter https://ebookcentral.proquest.com/lib/kxp/detail.action?docID=6692057.

[2] Carotenoiddb.jp -

[3] Rebelo, B.A.., Farrona, S., Ventura, M. R., Abranches, R. (2020): Canthaxanthin, a Red-Hot Carotenoid: Applications, Synthesis, and Biosynthetic Evolution. In: Plants (Basel, Switzerland) 9 (8). DOI:10.3390/plants9081039. (S. 1-5)

[4] Manikandan, K., Felix, N., Prabu, E. (2020): A review on the application and effect of carotenoids with respect to canthaxanthin in the culture of fishes and crustaceans. In: Int. J. Fish. Aquat. Stud. 8 (5). DOI: 10.22271/fish.2020.v8.i5b.2314. (S. 128-130)

[5] Elmadfa, I.; Muskat, E.; Fritzsche, D. (2016): E-Nummern & Zusatzstoffe. Aktualisierte Neuausgabe, 3. Auflage. München: Gräfe und Unzer Verlag GmbH (GU Kompass). Online verfügbar unter https://permalink.obvsg.at/AC15193963.

[6] Frixel, S. K. (2002): Antioxidative Eigenschaften von Carotinoiden, Carotinoidaldehyden, Retinoiden, phenolischen Wirkstoffen und Indigoiden Methode des Sauerstoffverbrauches, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf. URN: nbn:de: hbz:061-20021211-000153-6

[7] Belitz, H.-D, Grosch, W. (1992): Lehrbuch der Lebensmittelchemie, 4. Aufl., Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, Newyork. (S.214-219)

[8] Stenzel, W.R. (2006): Eier und Eiprodukte. In: Wolfgang Frede (Hg.): Taschenbuch für Lebensmittelchemiker. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, S. 479-489.

[9] Arp, K.; Röder, E. (2007): BNN-Orientierungswert für chemisch-synthetische Pflanzenschutz-, Schädlingsbekämpfungs- und Vorratsschutzmittel - ein Plädoyer für eine differenzierte Bewertung von Pestizidrückständen bei Bioprodukten. In: J. Verbr. Lebensm. 2 (4), S. 368-373. DOI: 10.1007/s00003-007-0251-2.

[10] Verordnung (EU) 2018/848 des Europäischen Parlaments und des Rates, über die ökologische/biologische Produktion und die Kennzeichnung von ökologischen/biologischen Erzeugnissen sowie zur Aufhebung der Verordnung (EG) Nr. 834/2007 des Rates, vom 30. Mai 2018

[11] "DURCHFÜHRUNGSVERORDNUNG (EU) 2015/1486 DER KOMMISSION", zur Zulassung von Canthaxanthin als Zusatzstoff in Futtermitteln für bestimmte Kategorien von Geflügel, Zierfischen und Ziervögeln, vom 2. September 2015.

[12] Kopec, R.E., Cooperstone, J.L.; Cichon, M.J., Schwartz, S.J. (2012): Analysis Methods of Carotenoids. In: Zhimin Xu und Luke R. Howard (Hg.): Analysis of Antioxidant-Rich Phytochemicals, Bd. 39: Wiley. (S. 106-110;116)

[14] Deutsche Forschungsanstalt für Lebensmittelchemie Schlierf, Günter; Brubacher, Georg; Aebi, Hugo (1979): Lebensmittelfärbung - wozu? Internationales Symposion 1978 in Basel. Stuttgart: Thieme (Aktuelle Ernährungsmedizin. Supplement). (S. 16-22, 66-73)

[15] Bergquist, P.R.; Karuso, P.; Cambie, R.C.; Smith, D.J. (1991): Sterol Composition and Classification of the Porifera. Biochemical Systematics and Ecology. (S. 19, 17–24)

[16] Piironen, V.; Toivo, J.; Puupponen-Pimiä, R.; Lampi, A.-M. (2003): Plant Sterols in Vegetables, Fruits and Berries. Journal of the Science of Food and Agriculture. (S. 83, 330–337)

[17] Duong, S.; Strobel, N.; Buddhadasa, S.; Stockham, K.; Auldist, M.; Wales, B.; Orbell, J.; Cran, M. (2016): Rapid Measurement of Phytosterols in Fortified Food Using Gas Chromatography with Flame Ionization Detection. Food Chemistry. (211, 570– 576)

[18] Itoh, T.; Tamura, T.; Matsumoto, T. (1973): Sterol Composition of 19 Vegetable Oils. Journal of the American Oil Chemist’s Society. (S. 50, 122–125)

[19] Li, C.; Yao, Y.; Zhao, G.; Cheng, W.; Liu, H.; Liu, C.; Shi, Z.; Chen, Y.; Wang, S. (2011): Comparison and Analysis of Fatty Acids, Sterols, and Tocopherols in Eight Vegetable Oils. J. Agric. Food Chem. (S, 59, 12493–12498)

[20] Kromidas, S. (2011): Validierung in der Analytik, 2. überarbeitete Auflage, Wiley-VCH. (S. 1-5, 43, 50-55, 72, 77-79, 103, 119, 137-150, 189- 201, 261-273)

[21] Schwedt, Georg (2005): Taschenatlas der Lebensmittelchemie. 2., vollständig überarb. und erw. Aufl. Weinheim: Wiley-VCH. (24-32)